7 ago, 2017
por Daniel Geraldes
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Indicativos de Qualidade

INDICATIVOS DE QUALIDADE:

como interpretá-los?

Iniciarei esse artigo exatamente onde encerrei meu artigo anterior. Ao falar sobre digestibilidade proteica em pepsina, chegou-se (Meeker, 2012) à seguinte conclusão:

O teste “in vitro” de digestibilidade em pepsina tem um propósito útil e seu lugar na indústria. Ocorre que esse teste é usado de maneira mais ampla, para tomada de decisões de mais longo alcance, ao que ele verdadeiramente se destina. Muitas pessoas entendem os resultados desse teste como “preto no branco”, confiáveis e sem complicações. Na realidade, o teste “in vitro” de digestibilidade em pepsina é uma aproximação, um indicador correlacionado ao verdadeiro estado das coisas, mas não um quadro completo, tampouco claro ou definido”.

Essa falha de interpretação não ocorre apenas na análise dos resultados de digestibilidade proteica. Outras análises indicativas são percebidas, erroneamente, como definitivas. Isso gera falhas na interpretação e nas tomadas de decisão. Tratarei nesse artigo sobre duas análises indicativas de qualidade comumente utilizadas em farinhas de origem animal, e muitas vezes mal interpretadas, a prova de Éber e o teor de acidez de farinhas.

 

Prova de Éber

Prova de Éber é uma análise indicativa sobre a existência de colônia bacterianas ativas  (multiplicando), onde se constata a presença de gás sulfídrico (H2S) proveniente da decomposição dos aminoácidos sulfurados que, normalmente, são liberados nos estágios de decomposição mais avançados. O H2S combinado com acetato de chumbo ou plumbito de sódio produz sulfeto de chumbo (PbS), formando uma mancha preta espelhada em papel de filtro (IAL, 2008).

Essa mesma prova pode ser conduzida para detecção de amônia, proveniente dos estágios iniciais de decomposição. A amônia, ao reagir com o ácido clorídrico, forma cloreto de amônio (NH4Cl) sob a forma de vapores brancos (IAL, 2008).

 

A Prova de Éber foi desenvolvida como um indicativo da presença de colônias microbianas ativas no produto cárneo cru. Mesmo na carne crua, não é uma análise conclusiva

 

A ABRA realizou uma consulta ao Instituto Adolfo Lutz, laboratório de referência para essa análise (IAL, 2012). Nos foi confirmado que a Prova de Éber é indicativo de crescimento microbiano em produtos não submetidos a desafios térmicos, e que a Prova de Éber não se presta a produtos cárneos submetidos a processos térmicos!

Vamos trazer essa informação para a realidade das farinhas de penas. A queratina responde por 85% a 90% do material constituinte das penas. Queratina é uma cadeia proteica, rica em cisteína (aminoácido sulfurado), que se liga a outra molécula de cisteína por meio de uma ligação covalente denominada ligação cisteídica (Gregg & Rogers, 1986).

Animais monogástricos não possuem enzimas capazes de quebrar a ligação cisteídica, sendo a pena quase que totalmente indigestível em sua forma original. Para se aumentar a digestibilidade proteica “in vivo” a valores próximos a 80% em dietas de aves e suínos (Han & Parsons, 1991), se aplica o processo de hidrólise (120oC a 130oC + 2 a 3 atm + 12 a 20 minutos, a depender da tecnologia adotada). A hidrólise quebra a ligação cisteídica permitindo que os animais monogástricos absorvam grande porcentagem da proteína das penas. Porém é inevitável (senão até desejável) que ocorra a liberação de alguma quantidade de H2S e NH4 no processo de lise da ligação cisteídica.

Em menor escala, é esperado que no processo de secagem e prensagem de cárneos e sangue, também ocorra a lise de aminoácidos sulfurados e de suas ligações.

A Prova de Éber avalia exatamente esses 2 gases liberados nos processos de hidrólise e de digestão, resultando em grande incidência de falsos positivos, principalmente em farinhas de penas e farinhas de sangue. Logo, a Prova de Éber não é análise preditiva de crescimento microbiano em farinhas de origem animal, não se adequando às características desse substrato.

Ademais, é esperado que as farinhas apresentem níveis de atividade de água insuficiente para suportar crescimento microbiano, portanto, não haverá multiplicação bacteriana (Cypriano, 2015)!

Recomendamos que a Prova de Éber em farinhas de origem animal deva ser substituída por outra análise indicativa de crescimento microbiano: a atividade de água (Aw), e em sua impossibilidade, teor de umidade:

– Se Aw < 0,6: o crescimento microbiano está suspenso (análise assertiva);

– Se umidade < 10%: crescimento microbiano provavelmente suspenso (análise indicativa).

O emprego da Prova de Éber em farinhas de origem animal para detecção de colônia bacterianas em desenvolvimento é descabida, gera dados com pouca ou nenhuma correlação com o verdadeiro estado das coisas, levando a erros no processo de avaliação da amostra.

 

Teor de acidez em Farinhas

Antes de mais nada, é importante ressaltar que há diferenças entre as análises:

– Teor de Ácido Graxo Livre (AGL), expresso em % de ácido linoleico e;

– Teor de acidez das farinhas, expresso em mg de NaOH/g.

A primeira análise (AGL) mede a quantidade de ácidos graxos que se encontram livres do glicerol.

A segunda, avalia o quanto de uma base (mg de NaOH) se utiliza para neutralizar 1g de farinha, ou seja, avalia-se o grau de acidez (pH) da farinha.

De acordo com a literatura brasileira (Bellaver & Lima, 2004) (Bellaver & Zanotto, 2004), recomenda-se expressar a acidez de farinhas como mg de NaOH/g: “a acidez de uma farinha ocorre devido a presença de AGL, os quais são formados a partir da hidrólise das gorduras da farinha, estando essa, associada a rancidez hidrolítica. As enzimas lipases liberadas por bactérias lipolíticas hidrolizam as gorduras causando a rancidez. Portanto a acidez, em muitas vezes, é associada a contaminação bacteriana das farinhas, podendo ser acelerada por outros fatores predisponentes da oxidação (umidade, temperatura, oxigênio)”.

 

Entendemos que a afirmação acima (texto sublinhado), é uma verdade parcial, mas não é a única fonte de acidez de farinha. A queda no pH das farinhas pode estar associado a um crescimento microbiano, mas esse crescimento se daria na matéria-crua, e não na farinha acabada. Se esse crescimento se der no produto acabado, o teor de umidade da farinha tem que estar elevado, a ponto da farinha estar visualmente pastosa e em estado de decomposição, impossibilitando seu uso em rações. Ou seja, não seria necessária nenhuma analise laboratorial para chegar a essa conclusão.

Não há qualquer trabalho científico estabelecendo uma correlação entre acidez de farinha e carga microbiana dessa farinha. Essa afirmação simplesmente não condiz com a realidade nem com os princípios do processo produtivo. Conforme já demonstrado em artigo anterior, a implantação de Boas Práticas de Fabricação (BPF), Análise de Perigos e Pontos Críticos de Controle (APPCC) e controle adequado da barreira térmica, são os requisitos básicos para a completa eliminação de microrganismos patogênicos das farinhas e gorduras produzidas, qualquer que seja a carga microbiana a entrar no processo produtivo.

A ação das enzimas lipolíticas não causa a rancidez, mas sim, a leva à lise do triglicerídeo, aumentando o teor de AGL da gordura. Conforme já explicado no artigo publicado na edição de Julho/Agosto dessa revista, a rancidez é causada por outro processo, o da peroxidação, onde ocorre a quebra das cadeias longas de glicerídeos em compostos voláteis (ácidos graxos voláteis, acetonas, aldeídos e álcoois).

Já a primeira parte da afirmação citada acima, está em harmonia com outras fontes nacionais (Butolo, 2002), atribuindo a acidez da farinha à ação de enzimas microbianas lipolíticas, resultando na hidrólise e aumento do teor de AGL da gordura. Mas ela também não pode ser considerada uma verdade absoluta. Por exemplo, em um sistema de batelada, o teor de acidez do óleo produzido (%AGL) deveria sempre corresponder ao teor de acidez da farinha produzida na mesma batelada (mg de NaOH/g), mas a prática do dia-a-dia de uma fábrica de farinhas nos mostra que essa relação é frequentemente desobedecida, indicando que outros fatores podem afetar a acidez da farinha.

Cito alguns fatores que, se presentes em quantidade suficiente, podem acidificar a farinha (abaixar seu pH) sem alterar o teor de AGL da gordura:

embutidos: a presença de salsichas, presuntos, salames e linguiças na matéria-prima;

O inverso também pode ocorrer, com a gordura apresentando alto teor de AGL e a farinha, acidez baixa. Isso ocorre quando, por exemplo, há um vazamento de vapor “vivo”, direto da caldeira, para dentro do sistema de prensagem ou de estocagem.

 

HCl: algumas vezes, o estômago de suínos ou as moelas das aves são enviados para a linha de subproduto sem terem sido abertos. Esse fato implica em uma grande quantidade de ácido sendo adicionada na matéria-prima;

antisalmonelas: à base de ácidos orgânicos, apresentam um pH baixo. Esses produtos vêm se tornando usuais em muitas operações;

carnes condenadas: entre 12 e 24h após o abate, o pH da carne cai ao transformar o glicogênio em ácido láctico.

Seja pelo crescimento microbiano na matéria crua, seja pela ocorrência de alguns dos fatores acima citados, animais altamente seletivos como cães e gatos podem alterar a ingestão de alimentos, seja por uma melhora ou por uma piora na palatabilidade da farinha. Alimentos para cães e gatos que forem produzidos com quantidade significativa de farinha de origem animal “acidificada” ficam mais sujeitos a essas flutuações. Isso pode ser indesejável e pode resultar em uma flutuação inadmissível de paladar final. Nessas dietas, se justifica a simples análise de acidez (mg de NaOH/g) da farinha.

Em animais de produção, com pouco ou nenhum paladar, como aves e/ou animais com apetência para produtos ácidos como suínos, essa eventual alteração de paladar tende a ser desprezível, ainda mais se considerarmos que uma farinha animal dificilmente participa com mais de 4% da dieta total.

Porém, a literatura brasileira afirma que o objetivo da análise de acidez de farinhas é de avaliar a qualidade da gordura nela contida. Sabe-se que o teor de AGL de uma gordura é importante, pois teores elevados de AGL reduzem o valor de energia metabolizável das gorduras. Será que essa afirmação seria válida para as gorduras contidas nas farinhas?

Calculemos a perda energética causada por um aumento significativo no teor de AGL da gordura presente na farinha de vísceras de aves, e seu impacto na energia total da ração fabricada. Consideremos o seguinte quadro:

– farinha de vísceras de aves “padrão”: com 12% de gordura e 10% de AGL na gordura

– farinha de vísceras de aves “ácida”: com 12% de gordura e 60% de AGL na gordura

– inclusão de 4% na dieta final de suínos

Calculemos a diferença energética por kg de farinha e de ração

– a fórmula de energia metabolizável de gordura para suínos é a seguinte:

ED(kcal/g) =  (NRC, 1988)

– Óleo de ave com 10% de AGL = 8.567,6

– Óleo de ave com 60% de AGL = 8.507,8

– Perda de 60,2 kcal/kg de óleo

– Perda de 7,2kcal/kg de farinha de vísceras com 12% de gordura

– Farinha de vísceras padrão: EMSuínos de 2.860kcal/kg

– farinha de vísceras ácida: EMSuínos de 2.852,8kcal/kg

– 4% de inclusão: contribuição de 114,4kcal e 114,1kcal por kg de ração (farinha padrão e ácida respectivamente)

A ração de suínos possui em média 3.265kcal/kg de EM (NRC, 1988). A perda de 0,3kcal/kg (0,01%) originada pelo aumento no teor de AGL da gordura presente na farinha de 10% para 60% é insignificante!

Pensemos por outro lado, o lado da segurança microbiológica da farinha estocada. É fato que as bactérias patogênicas, em especial as intestinais como Salmonella sp, E. coli e S. aureus se adaptam melhor quando o meio apresenta pH próximo à neutralidade. Em ambientes ácidos, o tempo de sobrevivência dessas bactérias se reduz significativamente. Ao se buscar como padrão a fabricação de farinhas neutras, em eventuais casos de contaminações cruzadas, se espera um aumento no tempo de sobrevivência de bactérias patogênicas em farinhas de origem animal.

Portanto, para a fabricação de ração de aves e suínos, onde o paladar ácido tem pouca ou nenhuma influência na quantidade ingerida e a perda energética é desprezível, a necessidade de emprego desse método é discutível.

Pode-se pensar que o melhor uso da análise de acidez de farinhas (pH das farinhas expresso em mg de NaOH/g) seria o de um teste “screening”. Caso o pH da farinha como um todo estiver acima dos parâmetros definidos pelo cliente (aves e suínos), seria interessante se fazer um teste confirmatório, extraindo-se a gordura da farinha e medindo-se o teor de AGL em % de ácido linoleico, exatamente como se faz na gordura. Esse pensamento é válido para algumas situações e inválido para outras, a depender da quantidade de farinha adicionada à dieta e ao animal a que essa dieta se destina.

Conclusões

A Prova de Éber avalia a presença ou ausência de enxofre ou amônia livre. O Teor de Acidez mede apenas e tão somente o pH da farinha. Nenhuma dessas duas análises garantem o motivo causador desses fatos ou indicam a perda nutricional causada por eventuais resultados fora do considerado “ideal”. Análises complementares são necessárias para a melhor classificação do produto.

A exemplo do que ocorre com a digestibilidade, essas análises são válidas e tem seu lugar na indústria, porém, é importante que os técnicos entendam esses dois testes apenas como indicativos de qualidade, e não como provas definitivas da boa ou má qualidade do produto final. É importante atribuir à análise um alcance e uma confiabilidade adequada e ajustada à qual essa análise se presta.

Obras Citadas

Bellaver, C. & Lima, G. J. M., 2004. Pontos críticos para a utilização de proteínas e de gorduras de origem animal. Campinas/SP, s.n.

Bellaver, C. & Zanotto, D. L., 2004. Parâmetros de qualidade em gorduras e subprodutos proteicos de origem animal. Santos/SP, s.n.

Butolo, J. E., 2002. Qualidade de ingredientes na alimentação animal. 1a Edição ed. Campinas(SP): Colégio Brasileiro de Nutrição Animal.

Cypriano, L., 2015. Farinhas e gorduras de origem animal: segurança e qualidade. Revista Graxaria Brasileira, Nov-Dez, Issue 48, pp. 62 – 65.

Cypriano, L., 2016. Farinhas e gorduras de origem animal – Segurança e qualidade parte 2. Revista Graxaria Brasileira, Jan-Fev, Issue 49, pp. 58 – 61.

Gregg, K. & Rogers, G. E., 1986. Feather keratin: composition, structure and biogenesis. Em: Biology of the Integument – 2 Vertebrates. s.l.:Springer-Verlag, p. 854.

Han, Y. & Parsons, C., 1991. Protein and Amino Acid Quality of Feather Meals. Poultry Science, Issue 70, pp. 812-822.

IAL, 2008. Métodos físico-químicos para análise de alimentos. 1a Edição Eletrônica ed. São Paulo(SP): Instituto Adolfo Lutz.

IAL, 2012. Processo 123556 – Análise de Éber, s.l.: s.n.

Meeker, D., 2012. Digestibility Dilemma. Render Magazine, Junho, p. 28.

NRC, 1988. Nutrient Requirements of Swine. 10a Edição ed. Washington(DC): Nacional Academy Press.

 

 

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